Development and Evaluation of an Indirect Capripoxvirus ELISA Based on Truncated P32 Protein Expressed in E. coli

Document Type : Original Articles

Authors

1 Department of Pathobiology, Science and Research Branch, Islamic Azad University, Tehran, Iran

2 Department of Animal Viral Vaccine, Razi Vaccine and Serum Research Institute, Agricultural Research, Education and Extension Organization (AREEO), Karaj, Iran

3 Department of Microbiology Faculty of Veterinary Medicine of Shahid Chamran, University of Ahvaz, Ahvaz, Iran

4 Razi Vaccine and Serum Research Institute, Agricultural Research, Education and Extension Organization (AREEO), Karaj, Iran

Abstract

As notifiable diseases, lumpy skin disease (LSD), sheep pox (SPP), and goat pox (GTP) are associated with a profound effect on cattle, sheep, and goat farming industries. Development of the ELISA method could effectively facilitate serodiagnosis of the infected animals. This study aimed to develop an ELISA system based on the recombinant full-length and truncated P32 protein (Tr.P32) of goat pox virus. The P32 protein was expressed in Rosetta strain of E. coli using pET24a+ vector and evaluated by SDS-PAGE and Western blotting. Then, Tr.P32 was purified by Ni-NTA affinity chromatography under denaturing conditions and used to develop a capripoxvirus-specific ELISA. Checkerboard titration and receiver-operating characteristic (ROC) analysis were used to optimize the ELISA system and determine diagnostic specificity and sensitivity, respectively. The diagnostic potential of the developed ELISA was evaluated using positive and negative control sera collected from goat, sheep, and cattle. Results showed that the expression level of full-length P32 recombinant protein was negligible, while Tr.P32, a ~ 31 kDa recombinant protein, was expressed up to 0.270-0.300 mg/200 mL of culture media. The results of checkerboard titration revealed that 675 ng/well of Tr.P32 antigen and 1:10 dilution of control sera (anti GTPV HIS and healthy goat sera) caused maximum difference in absorbance between positive and negative goat sera. The recombinant Tr.P32 showed good reactions with antibodies against GTP virus (GTPV), SPP virus (SPPV), and LSD virus (LSDV), whereas no cross-reactions with anti-Orf virus antibodies were detected. By comparing with the neutralization index (NI), cut off, diagnostic sensitivity and specificity of the developed indirect-ELISA were estimated, 0.397, 94% and 96.6%, respectively. These findings indicate that the ELISA system based on Tr.P32 protein could potentially be used in sero-surveillance of all capripoxviruses; however, further investigations are required.

Keywords

Main Subjects


Article Title [French]

Développement et Évaluation d'un ELISA Indirect du Capripoxvirus basé sur la Protéine P32 Tronquée Exprimée dans E. coli

Abstract [French]

En tant que maladies à déclaration obligatoire, la dermatose nodulaire contagieuse (LSD), la variole ovine (SPP) et la variole caprine (GTP) sont associées à un effet profond sur les filières d’élevage des chèvres, des moutons et des bovins. Le développement de la méthode ELISA pourrait faciliter efficacement le sérodiagnostic des animaux infectés. Cette étude visait à développer un système ELISA basé sur la protéine P32 recombinante pleine longueur et tronquée (Tr.P32) du virus de la variole caprine. La protéine P32 a été exprimée dans la souche Rosetta d'E. coli en utilisant le vecteur pET24a+ et évaluée par SDS-PAGE et Western blot. Ensuite, Tr.P32 a été purifié par chromatographie d'affinité Ni-NTA dans des conditions dénaturantes et utilisé pour développer un ELISA spécifique du capripoxvirus. Le titrage en damier et l'analyse de ROC (caractéristique de fonctionnement du récepteur) ont été utilisés pour optimiser le système ELISA et déterminer la spécificité et la sensibilité du diagnostic, respectivement. Le potentiel diagnostique de l'ELISA développé a été évalué à l'aide de sérums témoins positifs et négatifs prélevés sur des chèvres, des moutons et des bovins. Les résultats ont montré que le niveau d'expression de la protéine recombinante P32 pleine longueur était négligeable, tandis que Tr.P32, une protéine recombinante de ~ 31 kDa, était exprimé jusqu'à 0.270-0.300 mg/200 ml de milieu de culture. Les résultats du titrage en damier ont révélé que 675 ng/puits d'antigène Tr.P32 et une dilution 1:10 de sérums témoins (anti GTPV HIS et sérums de chèvre sains) provoquaient une différence maximale d'absorbance entre les sérums de chèvre positifs et négatifs. Le Tr.P32 recombinant a montré de bonnes réactions avec des anticorps contre le virus GTP (GTPV), le virus SPP (SPPV) et le virus LSD (LSDV), alors qu'aucune réaction croisée avec les anticorps anti-virus d'Orf n'a été détectée. En comparant avec l'indice de neutralisation (IN), le seuil, la sensibilité diagnostique et la spécificité de l'ELISA indirect développé ont été estimées à 0.397, 94% et 96,6%, respectivement. Ces résultats indiquent que le système ELISA basé sur la protéine Tr.P32 pourrait potentiellement être utilisé dans la sérosurveillance de tous les capripoxvirus; cependant, d'autres investigations sont nécessaires.

Keywords [French]

  • ELISA
  • variole caprine
  • maladie de la peau nodulaire
  • protéine P32
  • clavelée ovine
  1. Diallo A, Viljoen GJ. Genus capripoxvirus. Poxviruses: Springer; 2007. p. 167-81.
  2. Murphy FA, Fauquet CM, Bishop DH, Ghabrial SA, Jarvis AW, Martelli GP, et al. Virus taxonomy: classification and nomenclature of viruses: Springer Science and Business Media; 2012.
  3. Davies FG. Lumpy skin disease, an African capripox virus disease of cattle. Br Vet J. 1991;147(6):489-503.
  4. Tuppurainen ESM, Venter EH, Shisler JL, Gari G, Mekonnen GA, Juleff N, et al. Review: Capripoxvirus Diseases: Current Status and Opportunities for Control. Transbound Emerg Dis. 2017;64(3):729-45.
  5. OIE. Manual of   Diagnostic   Tests   and   Vaccines   for Terrestrial  Animals. OIE: Paris; 2017.
  6. Babiuk S, Bowden T, Boyle D, Wallace DB, Kitching R. Capripoxviruses: an emerging worldwide threat to sheep, goats and cattle. Transbound Emerg Dis. 2008;55(7):263-72.
  7. Heine HG, Stevens MP, Foord AJ, Boyle DB. A capripoxvirus detection PCR and antibody ELISA based on the major antigen P32, the homolog of the vaccinia virus H3L gene. J Immunol Methods. 1999;227(1):187-96.
  8. Ireland DC, Binepal YS. Improved detection of capripoxvirus in biopsy samples by PCR. J Virol Methods. 1998;74(1):1-7.
  9. Lamien CE, Lelenta M, Goger W, Silber R, Tuppurainen E, Matijevic M, et al. Real time PCR method for simultaneous detection, quantitation and differentiation of capripoxviruses. J Virol Methods. 2011;171(1):134-40.
  10. Gari G, Biteau-Coroller F, LeGoff C, Caufour P, Roger F. Evaluation of indirect fluorescent antibody test (IFAT) for the diagnosis and screening of lumpy skin disease using Bayesian method. Vet Microbiol. 2008;129(3-4):269-80.
  11. Kitching R, Hammond J, Black D. Studies on the major common precipitating antigen of capripoxvirus. J Gen Virol. 1986;67(1):139-48.
  12. Chand P, Kitching R, Black D. Western blot analysis of virus-specific antibody responses for capripox and contagious pustular dermatitis viral infections in sheep. Epidemiol Infect. 1994;113(2):377-85.
  13. Madhavan A, Venkatesan G, Kumar A. Capripoxviruses of small ruminants: current updates and future perspectives. Asian J Anim Vet Adv. 2016;11(12):757-70.
  14. Haegeman A, De Vleeschauwer A, De Leeuw I, Vidanović D, Šekler M, Petrović T, et al. Overview of diagnostic tools for Capripox virus infections. Prev Vet Med. 2019:104704.
  15. Babiuk S, Wallace D, Smith S, Bowden T, Dalman B, Parkyn G, et al. Detection of antibodies against capripoxviruses using an inactivated sheeppox virus ELISA. Transbound Emerg Dis. 2009;56(4):132-41.
  16. Tulman ER, Afonso CL, Lu Z, Zsak L, Sur JH, Sandybaev NT, et al. The Genomes of Sheeppox and Goatpox Viruses. J Virol. 2002;76(12):6054-61.
  17. Tulman E, Afonso C, Lu Z, Zsak L, Kutish G, Rock DL. Genome of lumpy skin disease virus. J Virol. 2001;75(15):7122-30.
  18. Carn VM, Kitching RP, Hammond JM, Chand P. Use of a recombinant antigen in an indirect ELISA for detecting bovine antibody to capripoxvirus. J Virol Methods. 1994;49(3):285-94.
  19. Bowden TR, Coupar BE, Babiuk SL, White JR, Boyd V, Duch CJ, et al. Detection of antibodies specific for sheeppox and goatpox viruses using recombinant capripoxvirus antigens in an indirect enzyme-linked immunosorbent assay. J Virol Methods. 2009;161(1):19-29.
  1. Venkatesan G, Teli MK, Sankar M, Kumar A, Dashprakash M, Arya S, et al. Expression and evaluation of recombinant P32 protein based ELISA for sero-diagnostic potential of capripox in sheep and goats. Mol Cell Probes. 2018;37:48-54.
  2. Sambrook J, Fritsch EF, Maniatis T. Molecular cloning: a laboratory manual: Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press; 1989.
  3. da Fonseca FG, Wolffe EJ, Weisberg A, Moss B. Characterization of the vaccinia virus H3L envelope protein: topology and posttranslational membrane insertion via the C-terminal hydrophobic tail. J Virol. 2000;74(16):7508-17.
  4. Singh K, Gittis AG, Gitti RK, Ostazeski SA, Su H-P, Garboczi DN. The vaccinia virus H3 envelope protein, a major target of neutralizing antibodies, exhibits a glycosyltransferase fold and binds UDP-glucose. J Virol. 2016;90(10):5020-30.
  5. Kumar A, Venkatesan G, Kushwaha A, Kumar PS, Ramakrishnan M, Dhar P. Expression and Purification of Recombinant Immunogenic Proteins of Goat Poxvirus in Prokaryotic System. Int J Curr Microbiol App Sci. 2019;8(1):1984-90.
  6. Tuppurainen E, Venter EH, Shisler JL, Gari G, Mekonnen G, Juleff N, et al. Capripoxvirus diseases: current status and opportunities for control. Transbound Emerg Dis. 2017;64(3):729-45.